24–25 nov. 2026
Campus d'Angers
Fuseau horaire Europe/Paris

Activité anti-fongique de fengycines produites par Bacillus subtilis et caractérisation de « Vesicule-like-structures » chez Venturia inaequalis (tavelure du pommier

Non programmé
10m
Campus d'Angers

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L'Institut Agro Rennes-Angers 2 rue André Le Nôtre 49 045 Angers
B- Poster avec Flash présentation de 2 mn Santé des plantes et de l’environnement, interactions plantes-bioagresseurs Santé des plantes et de l'environnement, interactions plantes-bioagresseurs

Orateur

M. Thomas Bergia (Université de Lille, UMRt BioEcoAgro 1158-INRAE, équipe des métabolites secondaires microbiens, Institut Charles Viollette, Lille F-59000, France.)

Description

Contexte

Venturia inaequalis est le champignon responsable de la tavelure, la maladie la plus importante du pommier causant une importante utilisation de fongicides conventionnels (Bowen et al., 2011). Pour réduire l’impact négatif de ces fongicides sur l’environnement, le biocontrôle constitue l’une des stratégies possibles, notamment via l’usage de substances naturelles. Parmi celles-ci, les lipopeptides produits par des bactéries du genre Bacillus constituent des alternatives prometteuses (Ongena et Jacques, 2008). Ces métabolites sont des molécules amphiphiles (à la fois hydrophobes et hydrophiles) connues pour leur activité antifongique. Dans le cas des lipopeptides appelés fengycines, une induction de gonflements sphériques des hyphes est référencée comme « vesicule like structures » chez plusieurs champignons phytopathogènes, dont V. inaequalis. Une moindre formation de ces gonflements est corrélée à une sensibilité réduite aux fengycines (Desmyttere et al., 2019 ; Leconte et al., 2022 ; Leconte et al., 2024).

Objectifs

Ce travail de recherche vise à caractériser le mode d’action antifongique des fengycines sur V. inaequalis. L’objectif est de mieux comprendre comment ces lipopeptides induisent les gonflements sphériques des hyphes.

Démarche et méthodes

L’activité antifongique des fengycines et d’inhibiteurs ciblant des enzymes liées à la biosynthèse de la paroi cellulaire a été évaluée in vitro. Elle a été évaluée après détermination de la Concentration Inhibitrice médiane (CI50), à partir d’une suspension de spores en microplaque de 96 puits et par lecture de densité optique (630 nm). Les inhibiteurs utilisés étaient la caspofungine et la nikkomycine Z qui inhibent respectivement la β-(1,3)-D-glucane synthase et la chitine synthase. Ensuite, l’influence d’un osmoprotectant (sorbitol, 0,4 M) sur l’activité antifongique des fengycines a également été évaluée.
Des observations en microscopie optique et à fluorescence ont été réalisées pour étudier les effets cytologiques induits par les composés antifongiques. Le calcofluor white, le CMAC et le FM4-64, le SYTOXTM Green et le Nile red ont respectivement été utilisés pour marquer la chitine, les vacuoles, les acides nucléiques (perte d’intégrité de la membrane plasmique) et les gouttelettes lipidiques.

Résultats obtenus

La CI50 obtenue dans le cadre de l’évaluation de l’activité antifongique des fengycines est de 0,156 µg.mL-1. La caspofungine et la nikkomycine Z, testées à une concentration de 2,5 µg.mL-1, ont conduit à l’apparition de vésicules légèrement différentes, avec une homologie forte entre les vésicules produites par la nikkomycine Z et celles produites par les fengycines. La CI50 obtenue après un co-traitement fengycines + sorbitol (osmoprotecteur) est supérieure à 10 µg.mL-1 et entraine une diminution de l’abondance des gonflements des hyphes. Dans le cas d’un traitement aux fengycines, un bourgeonnement vésiculaire apparait à l’extrémité hyphale dès 30 min puis les vésicules grossissent et finissent par se perméabiliser ou éclater. La production est dose dépendante.
Les observations microscopiques ont permis de mieux caractériser l’apparition et le développement des vésicules en réaction aux fengycines (nature pariétale, présence de vacuoles gonflées et de gouttelettes lipidiques, présence d’acides nucléiques en relation avec la perméabilisation).

Perspectives

Des analyses du transcriptome et des métabolites permettront d’apporter des explications à ces résultats chez V. inaequalis. L’ensemble des données permettra de mieux comprendre l’activité antifongique des fengycines, composés prometteurs dans le cadre du biocontrôle et la protection intégrée des vergers de pommiers.

Références bibliographiques

Bowen J.K. et al., (2011). Venturia inaequalis : the causal agent of apple scab. Molecular Plant Pathology, 12 : 105-122.
Desmyttere H. et al., (2019). Antifungal activities of Bacillus subtilis lipopeptides to two Venturia inaequalis strains possessing different tebuconazole sensitivity. Frontiers in Microbiology, 10 : 2327.
Leconte A. et al., (2024). Deciphering the mechanisms involved in reduced sensitivity to azoles and fengycin lipopeptide in Venturia inaequalis. Microbiological Research, 286 : 127816.
Leconte A. et al. (2022). Assessment of lipopeptide mixtures produced by Bacillus subtilis as biocontrol products against apple scab (Venturia inaequalis). Microorganisms, 10 : 1810.
Ongena, M. et al., (2008). Bacillus lipopeptides : versatile weapons for plant disease biocontrol. Trends in Microbiology, 16 : 115-125.

Financement

Ce travail est financé par le Contrat Plan Etat-Région (CPER) BiHauts Eco de France de la Région Hauts de France.
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Fonction de l'orateur Ingénieur de Recherche
Nom de la structure et affiliation (UMR, Station...) de l'orateur UMRt BioEcoAgro 1158-JUNIA
Mots clés (hors ceux du titre) Vinaequalis, Lipopeptides, Fengycines, Activité antifongique
Autorisation RGPD oui

Auteur

M. Thomas Bergia (Université de Lille, UMRt BioEcoAgro 1158-INRAE, équipe des métabolites secondaires microbiens, Institut Charles Viollette, Lille F-59000, France.)

Co-auteurs

M. Ali Siah (JUNIA, UMRt BioEcoAgro 1158-INRAE, équipe des métabolites secondaires de plantes, Institut Charles Viollette, Lille F-59000, France.) M. François Coutte (Université de Lille, UMRt BioEcoAgro 1158-INRAE, équipe des métabolites secondaires microbiens, Institut Charles Viollette, Lille F-59000, France.) Mlle Justine Jacquin (JUNIA, UMRt BioEcoAgro 1158-INRAE, équipe des métabolites secondaires de plantes, Institut Charles Viollette, Lille F-59000, France.) M. Jérôme MUCHEMBLED (JUNIA, UMRt BioEcoAgro 1158-INRAE, équipe des métabolites secondaires de plantes, Institut Charles Viollette, Lille F-59000, France.) Mme Magali Deleu (Université de Liège, UMRt BioEcoAgro 1158-INRAE, équipe des métabolites secondaires microbiens, TERRA Centre d’Enseignement et de Recherche, Gembloux Agro-Bio Tech, Gembloux B-5030, Belgique.) M. Matthieu Duban (Université de Lille, UMRt BioEcoAgro 1158-INRAE, équipe des métabolites secondaires microbiens, Institut Charles Viollette, Lille F-59000, France.) M. Philippe jacques (Université de Liège, UMRt BioEcoAgro 1158-INRAE, équipe des métabolites secondaires microbiens, TERRA Centre d’Enseignement et de Recherche, Gembloux Agro-Bio Tech, Gembloux B-5030, Belgique.)

Documents de présentation

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